9- Effectuer des examens bactériologiques des produits pathogènes et antigène (partie 2/2)

## Objectifs et prérequis **À la fin de ce chapitre, l’élève sera capable de :** - Réaliser un bilan complet des connaissances acquises en microbiologie médicale (bactériologie, virologie, parasitologie, immunologie) et identifier les lacunes à combler. - Élaborer un plan de remédiation personnalisé basé sur les résultats d’évaluations formatives. - Mettre en œuvre des activités d’intégration qui simulent des situations professionnelles de laboratoire (prélèvement, ensemencement, identification, interprétation des résultats, rédaction de compte‑rendu) en respectant les normes de biosécurité et d’hygiène au Cameroun. - Communiquer les résultats d’examens bactériologiques de façon claire, en utilisant le vocabulaire technique approprié et en justifiant chaque étape du procédé. **Prérequis :** - Maîtrise des techniques de base de prélèvement (ponction veineuse, écouvillonnage, collecte d’urine, de selles). - Connaissance des milieux de culture classiques (agar sang, gélose MacConkey, gélose chocolat, milieu de Löwenstein‑Jensen) et des conditions d’incubation (température, atmosphère). - Savoir réaliser une coloration de Gram et interpréter les résultats morphologiques. - Connaître les principes de base de l’immunologie (antigène, anticorps, réaction d’agglutination, ELISA). - Être familiarisé avec les règles de biosécurité de niveau 2 (port du masque, blouse, gants, lavage des mains, gestion des déchets). ## Introduction contextualisée Dans le cadre du baccalauréat séries F, l’épreuve de microbiologie médicale évalue non seulement la connaissance théorique mais aussi la capacité de l’élève à mettre en pratique les procédés de laboratoire dans un contexte professionnel camerounais. Les laboratoires de biologie médicale, qu’ils soient situés dans les hôpitaux de référence (Hôpital Général de Yaoundé, Hôpital Laquintinie de Douala) ou dans les centres de santé de district, doivent respecter les normes du Programme Élargi de Vaccination (PEV) et les recommandations de l’OMS concernant la manipulation des agents pathogènes. Ce chapitre propose donc une révision structurée suivie d’activités d’intégration qui reproduisent fidèlement les étapes d’un examen bactériologique complet, de la réception du prélèvement à la rendu du compte‑rendu, en intégrant les aspects de sécurité, de traçabilité et de qualité exigés par le ministère de la Santé publique. ## I. Révision générale, évaluation et remédiation ### 1.1 Bilan des connaissances acquises Nous commençons par un rappel synthétique des cinq grands blocs du programme : | Bloc | Contenu essentiel | Techniques associées | |------|-------------------|----------------------| | Bactériologie générale | Classification, métabolisme, facteurs de virulence | Coloration de Gram, tests biochimiques (catalase, oxydase, API) | | Virologie | Structure virale, cycle de réplication, méthodes de détection | Culture cellulaire, PCR, ELISA antigénique | | Parasitologie | Cycles de vie des protozoaires et helminthes | Examen direct, concentration, coloration spéciale | | Immunologie | Réponse humorale et cellulaire, techniques sérologiques | Agglutination, précipitation, immunoblot | | Hygiène et biosécurité | Classification des risques, procédures de décontamination | Autoclave, filtration HEPA, gestion des déchets dangereux | Chaque élève doit s’auto‑évaluer à l’aide d’un questionnaire de 20 questions à choix multiples couvrant ces blocs. Les résultats permettent de repérer les domaines où le score est inférieur à 60 % et de déclencher un plan de remédiation ciblé. ### 1.2 Méthodologie de l’évaluation formative L’évaluation se déroule en deux temps : 1. **Épreuve écrite** (45 min) : QCM, questions à réponse courte, interprétation de résultats de laboratoire (exemple : résultat d’une antibiogramme). 2. **Épreuve pratique** (90 min) : réalisation d’un examen complet sur un prélèvement factice (exemple : écouvillon nasopharyngé pour recherche de *Streptococcus pneumoniae*). Les barèmes sont publiés à l’avance ; chaque compétence (prélèvement, ensemencement, incubation, lecture, interprétation, rédaction) possède un poids spécifique (voir tableau ci‑dessous). | Compétence | Coefficient | Seuil de réussite | |------------|-------------|-------------------| | Prélèvement et traçabilité | 0,15 | 12/20 | | Ensemencement et incubation | 0,20 | 14/20 | | Lecture et identification | 0,25 | 15/20 | | Interprétation clinique | 0,20 | 13/20 | | Rédaction du compte‑rendu | 0,20 | 12/20 | ### 1.3 Plan de remédiation personnalisé Après correction, l’élève reçoit une feuille de suivi indiquant : - **Les notions non maîtrisées** (exemple : différenciation entre *Staphylococcus aureus* et *Staphylococcus epidermidis* via le test de la coagulase). - **Les ressources de révision** (fiches mémo, vidéos de démonstration disponibles sur la plateforme OnBuch, chapitres du manuel « Microbiologie Médicale – Terminale F »). - **Les exercices ciblés** (5 à 10 QCM, 2 études de cas à résoudre). - **Un calendrier** (2 séances de 1 h par semaine pendant 3 semaines) avec un tuteur désigné (enseignant ou technicien de laboratoire supérieur). L’objectif est d’atteindre au moins 80 % de maîtrise dans chaque faible domaine avant de passer aux activités d’intégration. > **Règle de remédiation :** Toute notion non acquise doit être retravaillée jusqu’à obtenir un score ≥ 14/20 aux exercices de renforcement. ## II. INTEGRATION ACTIVITIES Cette partie met en situation l’élève dans un laboratoire de biologie médicale typique du Cameroun. Elle se déroule en quatre ateliers successifs, chacun correspondant à une étape clé de l’examen bactériologique d’un produit pathogène (exemple : prélèvement de pus d’une plaie infectée). ### 2.1 Atelier 1 – Réception, identification et traçabilité du prélèvement **Objectif :** Garantir l’intégrité du spécimen dès son arrivée au laboratoire. **Procédure pas à pas :** 1. Vérifier la conformité du bon de demande (nom du patient, âge, sexe, numéro d’identification, type de prélèvement, date/heure de recueil, signes cliniques). 2. Contrôler l’état du contenant (tube stérile, flacon avec milieu de transport adapté – ex. : milieu de Stuart pour écouvillons, saline pour urines). 3. Enregistrer le prélèvement dans le LIMS (Laboratory Information Management System) en attribuant un numéro d’accès unique (ex. : 2025‑YA‑00123). 4. Placer le spécimen dans le réfrigérateur à 2‑8 °C si l’analyse ne peut être commencée immédiatement (max. 4 h pour les écouvillons nasopharyngés, 24 h pour les urines). **Normes de sécurité :** Port de gants nitrile, blouse à manches longues, protection oculaire en cas de risque de projection. Décontamination du plan de travail avec une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 % avant et après manipulation. > **À retenir :** Toute erreur d’identification du prélèvement entraîne un risque de faux‑négatif ou de faux‑positif pouvant compromettre le diagnostic clinique. ### 2.2 Atelier 2 – Ensemencement et incubation **Objectif :** Obtenir des colonies isolées permettant l’identification biochimique. **Milieux de culture choisis (exemple pus de plaie) :** - Gélose sang 5 % (détection de l’hémolyse). - Gélose MacConkey (sélection des Gram‑ négatifs fermentant le lactose). - Gélose chocolat (pour *Haemophilus* et *Neisseria*). - Milieu de Löwenstein‑Jensen (si suspicion de mycobactéries). **Procédé d’ensemencement :** 1. Agiter légèrement le flacon de transport pour homogénéiser le spécimen. 2. Avec une boucle stérile (flambée à 800 °C puis refroidie), prélever 10 µL de spécimen et réaliser un étalement en quadrillage sur la gélose sang. 3. Répéter l’opération sur chaque milieu en changeant de boucle ou en reflambant entre chaque plaque. 4. Incuber les plaques à 37 °C en atmosphère ambiante (sang, MacConkey, chocolat) ou à 37 °C en atmosphère enrichie en CO₂ (5 %) pour le chocolat si nécessaire. 5. Durée d’incubation : 18‑24 h pour la plupart des bactéries ; 48‑72 h pour les milieux sélectifs (MacConkey) et jusqu’à 4 semaines pour Löwenstein‑Jensen. **Contrôle de qualité :** Inclure un témoin positif (souche ATCC connue) et un témoin négatif (milieu non ensemencé) sur chaque plaque. > **À retenir :** La température d’incubation et l’atmosphère doivent être strictement respectées ; une déviation de ± 2 °C peut inhiber la croissance de certains organismes fastidieux. ### 2.3 Atelier 3 – Lecture, identification et tests biochimiques **Objectif :** Déterminer l’espèce bactérienne à partir de la morphologie coloniale et des réactions biochimiques. **Étapes :** 1. **Examen macroscopique** : taille, forme, couleur, bord, consistance, présence d’hémolyse (α, β, γ). Noter les observations dans le tableau de lecture. 2. **Coloration de Gram** : préparer un frottis sur lame, fixer à la chaleur, colorer selon le protocole classique (violet de cristal, iode, décoloration à l’alcool, safranine). Observer au microscope (100× immersion). 3. **Tests biochimiques rapides** (selon le flux de travail) : - Catalase (bulles d’O₂ avec H₂O₂ 3 %). - Oxydase (recoloration du papier à l’oxydase en présence de cytochrome c oxidase). - API Staph ou API 20E (bandes réactives, lecture après 4‑24 h). - Test de la coagulase (plasma de lapin + colonie, observation de la coagulation). 4. **Interprétation** : croiser les résultats avec les tableaux d’identification (ex. : *Staphylococcus aureus* = Gram +, cocci en grappes, catalase +, coagulase +, mannitol + sur agar Mannitol Salt). **Exemple chiffré (examen d’un pus de plaie) :** - Colonies sur gélose sang : 2‑3 mm, grisâtres, hémolyse β. - Gram : cocci à Gram +, disposés en grappes. - Catalase : positive. - Coagulase : positive (coagulation du plasma en 10 s). - Mannitol Salt Agar : fermentation du mannitol (jaunissement). → Identification : *Staphylococcus aureus*. > **À retenir :** La coagulase reste le test de confirmation définitif pour différencier *S. aureus* des autres staphylocoques coagulase‑négatifs. ### 2.4 Atelier 4 – Interprétation clinique, rédaction du compte‑rendu et biosécurité **Objectif :** Traduire le résultat microbiologique en information utile pour le clinicien et assurer la bonne fin de procédure. **Interprétation :** - Corréler l’identification avec les signes cliniques (fièvre, douleur locale, pus). - Déterminer la pertinence clinique (colonisation vs infection vraie) en tenant compte de la quantité de croissance (ex. : > 10⁵ UFC/mL dans les urines indique infection urinaire). - Proposer un antibiogramme si demandé (méthode de diffusion sur disque, lecture des zones d’inhibition selon les recommandations de la CA‑SFM). **Rédaction du compte‑rendu (modèle type) :** ``` Laboratoire de Biologie Médicale – Hôpital Général de Yaoundé Numéro d’accès : 2025‑YA‑00123 Patient : Monsieur A. B., 34 ans, M Type de prélèvement : Écouvillon de plaie cutanée (prelevé le 03/11/2025 à 09h15) Date d’analyse : 04/11/2025 Résultat : - Microscopie : Gram +, cocci en grappes. - Culture : croissance abondante sur gélose sang et Mannitol Salt Agar. - Identification : Staphylococcus aureus (coagulase +, mannitol +). - Interprétation : Pathogène probable responsable de la surinfection de la plaie. - Recommandation : Antibiothérapie adaptée (ex. : oxacilline 2 g IV q6h) après antibiogramme. Technicien : ___________ Validation : ___________ ``` **Biosécurité de fin de procédure :** - Décontamination du plan de travail avec hypochlorite 0,5 % (10 min de contact). - Autoclave des plaques utilisées à 121 °C, 15 psi pendant 20 min. - Élimination des déchets aiguës dans le conteneur de déchets perforants, des déchets liquides dans le récipient à chlore actif 0,5 %. - Lavage des mains avec solution hydroalcoolique suivi d’un savon antibactérien. > **À retenir :** Le compte‑rendu doit être clair, complet, signé et transmis au clinicien dans les 24 h suivant la fin de l’analyse afin d’influencer la prise en charge thérapeutique. ## Synthèse du chapitre - **Révision générale** : rappel des cinq blocs disciplinaires, auto‑évaluation via QCM, élaboration d’un plan de remédiation ciblé (seuil ≥ 14/20 sur exercices de renforcement). - **Évaluation formative** : épreuve écrite (QCM + interprétation) + épreuve pratique (examen complet) ; barèmes par compétence (prélèvement 0,15, ensemencement 0,20, lecture 0,25, interprétation 0,20, compte‑rendu 0,20). - **Remédiation** : fiches mémo, vidéos, exercices ciblés, suivi avec tuteur, objectif 80 % de maîtrise dans chaque faiblesse. - **Activités d’intégration** : quatre ateliers reproduisant le workflow laboratoire (réception/traçabilité, ensemencement/incubation, lecture/identification/tests biochimiques, interprétation/compterendu/biosécurité). - **Procédures clés** : respect de la chaîne du froid (2‑8 °C), incubation à 37 °C (atmosphère adaptée), utilisation de témoins positifs/négatifs, application des règles de biosécurité (blouse, gants, lunettes, décontamination 0,5 % NaOCl). - **Sortie attendue** : capacité à réaliser un examen bactériologique complet d’un produit pathogène, à interpréter les résultats clinique‑microbiologiquement et à rédiger un compte‑rendu professionnel conforme aux normes camerounaises. ## Glossaire | Terme | Définition | |-------|------------| | **Antibiogramme** | Test de sensibilité permettant de déterminer l’efficacité des antibiotiques contre une bactérie isolée (méthode de diffusion sur disque ou dilution en milieu liquide). | | **Coagulase** | Enzyme produite par *Staphylococcus aureus* qui transforme le fibrinogène du plasma en fibrine, provoquant la coagulation ; utilisé comme test d’identification. | | **Gélose MacConkey** | Milieu sélectif et différentiel qui inhibe les Gram‑positifs et permet de distinguer les lactose‑fermenteurs (colonies roses) des non‑fermenteurs (colonies incolores). | | **Lims (Laboratory Information Management System)** | Logiciel de gestion des données de laboratoire qui assure la traçabilité des prélèvements, des résultats et des rapports. | | **Milieu de transport** | Solution nutritive non stimulante (ex. : milieu de Stuart, saline) destinée à préserver la viabilité des microorganismes entre le prélèvement et la culture. | | **PCR (Polymerase Chain Reaction)** | Technique d’amplification in vitro d’ADN permettant la détection rapide et spécifique d’agents pathogènes, même en faible quantité. | | **Seuil de signification clinique** | Nombre minimal d’unités formant des colonies (UFC) considéré comme révélateur d’une infection vraie plutôt que d’une contamination ou colonisation (ex. : > 10⁵ UFC/mL pour les urines). | | **Témoin positif** | Contrôle connu contenant une souche bactérienne vivante, utilisé pour vérifier la bonne performance du milieu et des conditions d’incubation. | ## Exercices d'application corrigés ### Exercice 1 – Réception et traçabilité **Situation :** Un infirmier apporte un écouvillon nasopharyngé dans un tube de milieu de transport sans indiquer l’heure de prélèvement. Le bon de demande mentionne seulement le nom du patient et le type d’examen (recherche de virus respiratoire). **Consigne :** Décrire les actions à entreprendre dès la réception du spécimen, en justifiant chaque étape selon les normes de biosécurité et de traçabilité. **Corrigé :** 1. Vérifier l’identité du patient sur le bon de demande (nom, prénom, numéro d’identité). 2. Demander immédiatement à l’infirmier l’heure exacte de prélèvement ; si celle‑ci est inconnue, noter « heure non communiquée » et considérer le spécimen comme potentiellement compromis si le délai dépasse 2 h (recommandation OMS pour écouvillons nasopharyngés). 3. Inspecter le tube : s’assurer qu’il est bien fermé, non fissuré, et que le milieu de transport est présent en quantité suffisante (au moins 1 mL). 4. Enregistrer le prélèvement dans le LIMS en attribuant un numéro d’accès (ex. : 2025‑YA‑00456) et en mentionnant les observations (manque d’heure, état du tube). 5. Placer le tube dans le réfrigérateur à 2‑8 °C en attendant la décision du biologiste (analyse immédiate ou rejet si délai > 2 h). 6. Informer le médecin prescripteur de la réserve éventuelle due à l’information manquante, afin qu’il décide d’un nouveau prélèvement si nécessaire. 7. Décontaminer le plan de travail avec une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 % après la manipulation. > **À retenir :** Toute donnée manquante (heure, identité, type de milieu) doit être consignée et peut entraîner le rejet du spécimen selon les procédures de qualité du laboratoire. ### Exercice 2 – Interprétation d’un antibiogramme **Situation :** Après identification de *Pseudomonas aeruginosa* à partir d’un prélèvement d’urine, l’antibiogramme montre les zones d’inhibition suivantes (disques de 6 mm) : - Piperacilline‑tazobactam : 22 mm - Ciprofloxacine : 18 mm - Ceftazidime : 15 mm - Amikacine : 26 mm - Imipénème : 20 mm Les seuils de sensibilité selon le CA-SFM (2023) sont : - Piperacilline‑tazobactam ≥ 21 mm (sensible) - Ciprofloxacine ≥ 20 mm (sensible) - Ceftazidime ≥ 18 mm (sensible) - Amikacine ≥ 17 mm (sensible) - Imipénème ≥ 19 mm (sensible) **Consigne :** Déterminer pour chaque antibiotique si la bactérie est sensible, intermédiaire ou résistante, puis proposer une antibiothérapie de première ligne en justifiant le choix. **Corrigé :** - Piperacilline‑tazobactam : 22 mm ≥ 21 mm → **Sensible**. - Ciprofloxacine : 18 mm < 20 mm → **Résistant** (seuil intermédiaire non défini pour ce médicament chez *P. aeruginosa* ; on considère résistant). - Ceftazidime : 15 mm < 18 mm → **Résistant**. - Amikacine : 26 mm ≥ 17 mm → **Sensible**. - Imipénème : 20 mm ≥ 19 mm → **Sensible**. **Choix de première ligne :** En raison de la résistance à la ciprofloxacine et au ceftazidime, on privilégiera un β‑lactam inhibiteur de la pénicillinase (piperacilline‑tazobactam) ou un carbapénème (imipénème) en association avec un aminoside (amikacine) pour prévenir l’émergence de résistance. Une prescription possible : pipéracilline‑tazobactam 4,5 g IV toutes les 6 h + amikacine 15 mg/kg IV toutes les 24 h, durée 7‑10 jours selon la réponse clinique. > **À retenir :** La lecture des zones d’inhibition doit toujours être comparée aux seuils actuels du comité de l’antibiogramme (CA‑SFM ou EUCAST) ; un résultat intermédiaire nécessite souvent une reprise de l’essai ou l’utilisation d’une méthode de dilution. ### Exercice 3 – Calcul de dilution pour un ensemencement en surface **Situation :** Un prélèvement de liquide céphalorachidien (LCR) contient environ 2 × 10⁴ UFC/mL. On souhaite obtenir environ 30 colonies sur une plaque de gélose chocolat après ensemencement de 100 µL. **Consigne :** Déterminer le facteur de dilution nécessaire et le volume de prélèvement à prendre pour réaliser l’ensemencement. **Corrigé :** Nombre de colonies attendu = concentration (UFC/mL) × volume ensemencé (mL) × facteur de dilution. On veut 30 UFC = (2 × 10⁴ UFC/mL) × V (mL) × D. Le volume ensemencé est fixé à 0,1 mL (100 µL). Donc : 30 = 2 × 10⁴ × 0,1 × D → 30 = 2 000 × D → D = 30 / 2 000 = 0,015. Le facteur de dilution D est le rapport volume prélèvement / volume total après dilution. Si on prélève Vp mL de LCR et on le dilue dans Vd mL de diluant (souvent du sérum physiologique), alors D = Vp / (Vp + Vd). On cherche un couple (Vp, Vd) réaliste. Choisissons Vp = 0,015 mL (15 µL) et Vd = 0,985 mL (985 µL) → total = 1 mL, D = 0,015/1 = 0,015. En pratique, on prélève 15 µL de LCR, on ajoute 985 µL de sérum physiologique, on mélange, puis on ensème 100 µL de ce mélange sur la gélose chocolat. > **À retenir :** Pour obtenir un nombre de colonies comptable (30‑300), il faut souvent diluer fortement les spécimens riches (LCR, sang) ; le calcul se base sur la formule N = C × V × D. ### Exercice 4 – Gestion d’un déversement de milieu contaminé **Situation :** Lors du transfert d’une plaque de gélose MacConkey contenant une culture de *Salmonella* spp., le technicien renverse accidentellement le contenu sur le paillasse du laboratoire. **Consigne :** Décrire la procédure immédiate de gestion du déversement, en incluant les étapes de confinement, de décontamination et de déclaration. **Corrigé :** 1. **Alerte immédiate** : informer le responsable de biosécurité et fermer l’accès à la zone (panneau « Zone contaminée – accès interdit »). 2. **Protection personnelle** : enfiler des gants nitrile doubles, une blouse à manches longues, des lunettes de protection et un masque FFP2 si risque d’aérosol. 3. **Confinement** : couvrir le déversement avec des serviettes absorbantes jetables imbibées d’une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 % (préparée fraîchement). Laisser agir 10 min pour assurer l’inactivation des bactéries. 4. **Collecte des déchets** : ramasser les serviettes imbibées avec une pince à bouts ronds, les placer dans un sac à déchets infectieux (type jaune, marqué « déchets biologiques dangereux »). 5. **Nettoyage de la surface** : après retrait des serviettes, frotter la paillasse avec un détergent neutre puis rincer à l’eau distillée. Appliquer une seconde couche d’hypochlorite 0,5 % pendant 5 min, puis rincer à nouveau. 6. **Désinfection du matériel** : tout objet ayant été en contact (pinces, pipettes) doit être trempé dans une solution d’hypochlorite 0,5 % pendant 20 min puis autoclavé ou éliminé selon le protocole des déchets tranchants si nécessaire. 7. **Déclaration** : remplir le formulaire d’incident de biosécurité (date, heure, nature de l’agent, quantité, mesures prises, personnes exposées) et le transmettre au service d’hygiène hospitalier dans les 24 h. 8. **Réévaluation** : vérifier l’absence de résidus visibles, contrôler la qualité de l’air si un aérosol a été généré (utiliser un prélèvement d’air avec impacteur si disponible). > **À retenir :** Tout déversement d’un agent pathogène de groupe 2 doit être traité comme un incident potentiel d’exposition ; l’hypochlorite à 0,5 % est le désinfectant de référence pour les bactéries végétatives, avec un temps de contact d’au moins 5‑10 min. ## Erreurs fréquentes et règles de sécurité | # | Erreur fréquente | Conséquence | Règle de prévention / bonne pratique | |---|------------------|-------------|--------------------------------------| | 1 | Oublier de noter l’heure de prélèvement sur le bon de demande | Risque de rejet du spécimen ou d’interprétation erronée de la viabilité | Toujours vérifier la présence de l’heure, du date et du numéro d’identité avant d’accepter le spécimen ; si manquante, demander immédiatement au prélévateur. | | 2 | Utiliser une boucle non reflambée entre deux milieux différents | Contamination croisée → faux‑positif ou masquage d’une flore | Refaire la flamme de la boucle à 800 °C après chaque ensemencement ; laisser refroidir quelques secondes avant de reprendre. | | 3 | Lire une plaque après seulement 12 h d’incubation (au lieu de 18‑24 h) | Sous‑détection de bactéries à croissance lente (ex. : *Enterococcus*, certains anaerobes) | Respecter les temps d’incubation recommandés ; placer un rappel visuel (étiquette) sur l’incubateur avec l’heure de fin prévue. | | 4 | Ne pas porter de lunettes de protection lors de la manipulation de suspensions pouvant générer des aérosols (ex. : vortexage, pipetage) | Risque d’infection conjonctivale ou respiratoire | Porter systématiquement des lunettes de sécurité ou un écran facial lors de toute procédure pouvant produire des aérosols, même si le risque semble faible. | | 5 | Jeter les plaques utilisées dans la poubelle ordinaire au lieu de l’autoclave | Diffusion potentielle d’agents pathogènes dans l’environnement | Autoclaver toutes les plaques et milieux utilisés à 121 °C, 15 psi pendant 20 min avant élimination comme déchets non dangereux après stérilisation. | | 6 | Utiliser un désinfectant périmé ou mal dosé (ex. : eau de Javel à 0,1 % au lieu de 0,5 %) | Décontamination inefficace → persistance de microorganismes sur les surfaces | Vérifier la date de péremption et préparer la solution d’hypochlorite chaque jour selon la proportion 1 volume d’eau de Javel à 5 % pour 9 volumes d’eau (0,5 % actif). Tester avec des bandelettes de chlore si disponible. | --- *Fin du cours.*